Nombre del autor:Luis Mata

Technical Director at ZEULAB. Food Safety Specialist.

Microcistinas durante el proceso de análisis de agua
Toxinas de Agua y Marinas

Adsorción de microcistinas a los materiales plásticos usados durante el proceso de análisis de agua

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Microcistinas durante el proceso de análisis de agua La eutrofización de nuestros acuíferos es cada vez más frecuente debido a diferentes causas relacionadas con el uso intensivo de fertilizantes y otros contaminantes, así como los cambios climáticos que estamos experimentando. La proliferación de algas como las cianobacterias productoras de toxinas supone un riesgo para la salud de los animales y las personas que también podemos estar expuestos a través del consumo de agua y de productos de origen vegetal en los que se ha podido utilizar agua de riego contaminada. Algunas cianobacterias pueden producir toxinas y se ha estimado que un 50% de los afloramientos de cianobacterias son tóxicos. Las microcistinas son las toxinas más habitualmente encontradas en dichos afloramientos, pero también pueden aparecer anatoxina-a, cilindrospermosina y saxitoxina. La Organización Mundial de la Salud (OMS) estableció un valor guía de 1 μg/L de microcistina-LR para agua potable al considerar esta variante como la más habitual y tóxica. Este valor límite fue incluido en la legislación española con el Real Decreto 140/2003 y más recientemente ha sido incorporado a la legislación europea a través de la Directiva (UE) 2020/2184 relativa a la calidad de las aguas destinadas al consumo humano. Por lo tanto, el control de la proliferación de algas y la presencia de toxinas en los embalses que se usan para el abastecimiento de agua potable o para uso con fines recreativos es una práctica generalizada. También se debe analizar la presencia de microcistinas en el agua potabilizada a la salida de las ETAP. Para el análisis de microcistinas en agua existen diferentes métodos de análisis como los ensayos de Inhibición de la Fosfatasa (PPIA) y ELISA y métodos instrumentales como HPLC y LC-MS. Sin embargo, todos ellos tienen en común que la toma de las muestras y su conservación se debe de hacer de forma adecuada. Recientemente, se ha publicado un trabajo (Seo et al 2022) en el que se evalúa el impacto del tipo de material de los envases de plástico usados en el análisis de microcistinas sobre la adsorción o recuperación de las toxinas. En este trabajo se usaron 3 variantes de microcistina (LR, RR, YR) como las más representativas y 6 tipos de plástico (PET, PP, PFA, PS, HDPE y LDPE). Recuperación de 3 variantes de microcistina expuestas a 6 tipos de material plástico usado en los recipientes de conservación de las muestras. (A) PET: tereftalato de polietileno; (B) PP: polipropileno; (C) PFA: perfluoroalcoxi; (D) LDPE: polietileno baja densidad; (E) HDPE: polietileno de alta densidad; y (F) PS: polipropileno. El PET mostró la mejor recuperación de las microcistinas tras 48 horas de exposición (91.5%), mientras que con el resto de materiales la recuperación fue inferior al 20% en el mismo tiempo. Con la excepción del PET, las recuperaciones para las 3 microcistinas fueron, en general, menores del 40% con todos los tipos de plástico evaluados. Estos resultados evidencian que el uso de determinados envases durante la conservación de las muestras y en algunas de las etapas del proceso analítico pueden tener un impacto muy significativo sobre la cuantificación de microcistinas, generando una infraestimación de la concentración real en la muestra analizada. En ZEULAB contamos con kits para el análisis de microcistinas basados en la técnica de la inhibición de la fosfatasa (PPIA) muy sencillos de usar y con resultados en tan solo 30 min. Desde ZEULAB podemos ayudar a implantar la metodología más adecuada para cada situación y asesorar en todos los aspectos relacionados con dichos análisis. Leer más Enzimáticos Microcystest Leer más Seo, C.; Lee, J.W.; Jung, W.-K.; Lee, Y.-M.; Lee, S.; Lee, S.G. (2022). Examination of Microcystin Adsorption by the Type of Plastic Materials Used during the Procedure of Microcystin Analysis. Toxins, 14, 625. https://doi.org/10.3390/toxins14090625 Smienk, H. G. F.; Sevilla, E.; Peleato, M. L.; Razquin, P.; Mata L. (2007). Validación de un kit para la detección de microcistinas en agua. Alimentaria: Revista de tecnología e higiene de los alimentos, 385, 104-111.
Residuos Antibióticos

¿Cuál es el mejor método para analizar antibióticos en alimentos?

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Métodos químicos vs métodos biológicos Como casi todo en esta vida no hay una respuesta única. Hace tiempo que nos habíamos fijado que un número de muestras positivas a los test de inhibición del crecimiento microbiano para el cribado de antibióticos (test de inhibidores) nunca se conseguían confirmar mediante los métodos instrumentales o físico-químicos basados en cromatografía acoplada a un detector de masas (método de confirmación). Esto podía ser debido a diferentes causas como el diferente nivel de detección de ambas técnicas, pudiendo ser en algunos casos el límite de detección de los métodos de cribado inferior y también las moléculas hacia las que se dirige o es capaz de identificar el método de confirmación. Pero solo estas razones no parecen justificar el porcentaje de muestras no confirmadas en la etapa de cribado. Durante los últimos años hemos participado en un proyecto transfronterizo POCTEFA cuyo objetivo principal ha sido la reducción de la presencia de antibióticos en la carne comercializada mediante el diseño de nuevas herramientas para el análisis de antibióticos en animales vivos (TESTACOS). Una parte de este proyecto la dedicamos a evaluar la situación actual en cuanto a presencia de antibióticos en la carne comercializada en las 5 ciudades participantes en el proyecto (Bilbao, Logroño, Perpignan, Toulouse y Zaragoza). Para ello, se analizaron más de 5000 muestras de diferentes especies a lo largo de un año y las conclusiones del estudio no dejan de ser reveladoras de la situación actual tanto a nivel de incidencia como de la idoneidad de las técnicas de control utilizadas. Todas las muestras (5357) se analizaron mediante 2 métodos de cribado, uno biológico (ExplorerTM) y otro de tipo bioquímico (QuinoScanTM). El primero de ellos permite detectar las moléculas de las familias de antimicrobianos más importantes (penicilinas, cefalosporinas, tetraciclinas, sulfonamidas, macrólidos, aminoglucósidos y lincosaminas) mientras el que segundo es complementario, permitiendo detectar las moléculas de la familia de las quinolonas. Todas las muestras cuyo resultado fue positivo (194) fueron analizadas mediante UPLC-QTOF para confirmación. Se encontró presencia de antibióticos en tan solo 30 de ellas por lo que el 85% de las muestras detectadas como positivas en el cribado quedaron sin confirmar. Además, tan solo un 0,1% de todas las muestras contenían una concentración de antibiótico por encima de los niveles regulatorios. Este resultado nos llevó a intentar comprender la causa de dicha diferencia. Las conclusiones de este trabajo nos han permitido demostrar que algunos antibióticos se degradan con cierta rapidez, en especial las penicilinas, aunque los metabolitos generados conservan su capacidad antimicrobiana, por lo que siguen siendo detectados por los métodos biológicos de inhibición microbiana y también, aunque en menor medida, por los métodos bioquímicos basados en el reconocimiento estructural mediante anticuerpos. Esta parece la causa más importante de las discrepancias encontradas. Los métodos químicos de confirmación están diseñados para detectar analitos de forma dirigida y por lo tanto, no pueden detectar aquellas moléculas desconocidas aunque éstas conserven su actividad original. Desde el punto de vista estrictamente normativo el resultado final debe ser aquel otorgado por el método de conformación, es decir, que confirma la presencia de la molécula terapéutica administrada o los metabolitos actualmente identificados. En este caso el nivel de incidencia encontrado en el proyecto es de tan solo un 0,1%, que es incluso menor que el reportado en los informes anuales de la EFSA para toda la UE. Sin embargo, desde el punto de vista de la salud pública y en especial con la perspectiva de la protección frente a la generación de resistencias antimicrobianas, los métodos químicos de confirmación nos protegen de una forma muy parcial (en este trabajo solo un 15% de las muestras positivas con los test biológico y bioquímico eran detectadas por el método de confirmación). Por lo tanto, podemos concluir que los métodos de inhibición microbiana nos ofrecen un nivel mayor de protección ya que su uso puede prevenir la entrada de alimentos contaminados en la cadena alimentaria, evitando o reduciendo la generación de antibiorresistencias. Esta información debería servir de reflexión a las autoridades sobre cuál es el nivel de protección que necesita nuestra sociedad, en la que cada año hay un número mayor de muertes causadas por la falta de antibióticos efectivos y de lo que los expertos llaman ya la próxima gran pandemia. Durante el proyecto TESTACOS hemos desarrollado varias herramientas que permiten analizar los antibióticos en los animales vivos antes de llevarlos al matadero y de esta forma poder conseguir una gestión más adecuada en la propia explotación ganadera. Un ámbito en el que también deberían estar preocupados para la correcta protección de sus propios animales frente a enfermedades infecciosas, además de ser el primer eslabón de protección en la cadena alimentaria. Leer más Cribado microbiológico Explorer 2.0 Leer más Leer más Rápidos Quino Scan Meat Leer más [button target="_self" hover_type="default" font_weight="400" text_align="center" text="Descubre la línea completa para la detección de toxinas de agua" link="https://www.zeulab.iatic.es/toxinas-de-agua-y-marinas/"][button target="_self" hover_type="default" font_weight="400" text_align="center" text="Read this article in english" link="https://www.zeulab.iatic.es/en/centro-de-conocimiento/is-it-possible-to-detect-microcystins-in-one-hour/"]
Antibiotic Residues Dairy

Understanding qualitative test results leads to a simple interpretation of the results

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Some food chain analyses are performed with qualitative or binary response tests; that is, they provide a positive or negative (compliant or non-compliant) result for a sample, with respect to its limit of detection. Some well -known examples are microbial inhibition tests (Eclipse) or rapid tests (e.g. Proteon, Duplex BT Scan or IC). Despite the fact that the interpretation of these tests is simple (+/-), sometimes the analyst may find situations that are more difficult to understand. This is the case with samples that contain the analyte at a concentration close to the test detection limit, when the result may be positive or negative if the test is repeated several times. This is not a reflection on the performance of the test or the quality of the product, but rather due to a universal principle on which multiple events in nature are based (e.g. chemical reactions, freezing and thawing processes, the growth of organisms or the evolution of a pandemic or neuronal transmission). All of these processes, as well as the response of qualitative tests, follow a sigmoidal or “S –shaped” curve model. Understanding this curve helps us to easily understand the response of the tests. The example below is the response of the Eclipse Farm 4G test for detecting antibiotic residues in milk. This is equally valid for rapid tests, with only the analyte dose on the x-axis having to be changed in the range of its detection limit. Figure: Graph of the Eclipse test response (positive/negative) with increasing doses of amoxicillin in a milk sample being analysed. The ordinate (y) axis represents the % positive results obtained in the milk sample at a given amoxicillin concentration, represented along the abscissa (x) axis. After looking at the graph, the following can be concluded: All samples with an amoxicillin concentration < 0.5 ppb will give a negative result in all replicates. All samples with an amoxicillin concentration > 4 ppb will give a positive result in all replicates. For samples in the narrow concentration range of 0.5-4 ppb, the response depends on the dose: 15% of samples with 1 ppb of amoxicillin will test positive. 50% of samples with 2 ppb of amoxicillin will test positive. 95% of samples with 3 ppb of amoxicillin will test positive. This S-shaped dose-response curve is common in all qualitative trials. Understanding this behaviour, it can be seen why: High analyte concentrations (in this example, of amoxicillin) will always give a very clear positive result. Very low analyte concentrations (including its absence, i.e. at zero concentration) will always give a very clear negative result. At concentrations around the limit of detection (in this example between 0.5 and 4 ppb of amoxicillin) either positive or negative results can be obtained, depending on the analyte dose or concentration. Another important point is to know how a test detection limit is established. International reference organisations (e.g. AOAC, EU-CRL, IDF) have established that the detection limit is the lowest concentration of the analyte capable of being detected 95% of the time, i.e. with 95% of test repetitions. Looking at the graph and considering the definition of a test detection limit, it can be seen that: The detection limit is designed to give a very high level of security or confidence (95% of the time, i.e. almost all the time). For example, after testing 20 samples at the test detection limit (3 ppb Amoxicillin in the Eclipse test), 19 of them will give a positive result; with 1 sample being negative. Analyte values close to the detection limit in its lower range may give either positive or negative results in proportions depending on the analyte dose. For example, samples with 2 ppb will give 50% positive and 50% negative results. Therefore, from now on, if you analyse a sample several times and all duplicates do NOT give either a positive or negative result, there is a high probability the sample contains the analyte at a concentration at, or just below, the limit of detection. 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Residuos Antibióticos Lácteo

Si entendemos el modelo de respuesta de un test cualitativo, interpretaremos todos sus resultados de forma sencilla

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Una parte de los análisis que se realizan a lo largo de la cadena alimentaria son llevados a cabo con ensayos cualitativos o de respuesta binaria, es decir, nos dicen si una muestra es positiva o negativa (conforme o no conforme) con respecto a su límite de detección. Algunos ejemplos bien conocidos son los tests de inhibición microbiana (Eclipse) o los tests rápidos (Proteon, Duplex BT Scan, IC, etc.) A pesar de que la interpretación de estos ensayos es sencilla (+/-), en algunos casos el analista podría encontrarse con situaciones de más difícil comprensión. Este es el caso de las muestras que contienen el analito a una concentración cercana al límite de detección del test donde el resultado puede llegar a ser tanto positivo como negativo al repetir el ensayo en varias ocasiones. Esta situación no tiene que ver con las prestaciones del test ni con la calidad del producto, sino que responde a un principio universal en el que están basados múltiples eventos de la naturaleza (las reacciones químicas, el proceso de congelación y descongelación, el crecimiento de los organismos, la evolución de una pandemia, la transmisión neuronal, etc.). Todos estos procesos, al igual que la respuesta de los ensayos cualitativos, siguen un modelo de curva sigmoidal o en forma de “S”. Si entendemos esta curva comprenderemos fácilmente la respuesta de nuestros tests. Veamos el ejemplo de la respuesta del test Eclipse Farm 4G para la detección de residuos de antibióticos en leche. Este modelo es igualmente válido para los test rápidos, únicamente habría que cambiar las dosis del analito del eje X en el rango de su límite de detección. Figura: Representación de la respuesta (positivo/negativo) del test Eclipse a dosis crecientes de amoxicilina en la muestra de leche a analizar. El eje de ordenadas (Y) representa el % de positivos que obtendríamos con el test a una concentración determinada de amoxicilina. El eje de abscisas (X) representa la concentración de amoxicilina que contiene la muestra de leche en cada caso. Al observar la gráfica podemos concluir: Todas las muestras que contengan una concentración de amoxicilina inferior a 0,5 ppb darán en todas las repeticiones que se realicen un resultado negativo. De igual manera, todas las muestras con una concentración superior a 4 ppb darán en el 100% de las repeticiones que se realicen un resultado positivo. En el rango estrecho de concentraciones entre 0,5 ppb y 4 ppb es donde la respuesta es variable dependiendo de la dosis: Solo el 15% de las muestras con una 1 ppb de amoxicilina darán positivo. El 50% de las muestras con 2 ppb de amoxicilina darán positivo. El 95% de las muestras con 3 ppb de amoxicilina darán positivo. Este modelo sigmoidal de dosis-respuesta es común a todos los ensayos cualitativos. Entendiendo el comportamiento de la curva, ahora entenderemos fácilmente porqué: A concentraciones elevadas del analito (en este ejemplo, amoxicilina) siempre obtendremos un positivo con una señal del test muy clara. A concentraciones muy bajas del analito o en ausencia del analito (valor cero), el resultado siempre será negativo con una señal de test muy clara. A concentraciones cercanas al umbral o límite de detección (en este ejemplo entre 0.5 y 4 ppb de amoxicilina) podemos obtener resultados tanto positivos como negativos dependiendo de la dosis o concentración del analito. Otro aspecto importante es saber cómo se define el límite de detección de un ensayo. Las organizaciones internacionales de referencia (AOAC, EU-CRL, IDF, etc.) han establecido que el límite de detección es la concentración más baja del analito que nuestro ensayo es capaz de detectar en un porcentaje del 95% de las ocasiones o repeticiones del ensayo. Si analizamos el comportamiento de la gráfica y la definición de límite de detección de un test, observamos: El límite de detección está diseñado para darnos un nivel de seguridad o confianza muy elevado (95% de las ocasiones, o sea casi en el total de las veces). Por ejemplo, si analizamos 20 muestras con una concentración de Amoxicilina 3 ppb (el límite de detección para el test Eclipse), al menos 19 muestras serán positivas. Y una muestra podría llegar a ser negativa. Valores de analito cercanos al límite de detección en su rango inferior podrá darnos resultados positivos en diferentes proporciones dependiendo de la dosis del analito. Por ejemplo, muestras con 2 ppb darán el 50% de las ocasiones positivo y el 50% de las veces negativo. Por tanto, a partir de ahora, cuando analicemos una muestra varias veces y NO nos dé en todas las repeticiones positivo o en todas negativo, sabremos que con mucha probabilidad esa muestra contiene el analito a una concentración igual o en el rango inferior cercano al límite de detección. 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Adulterations

Camel milk: is all that glitters gold?

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The consumption of camel milk has become fashionable in recent years in western countries, due to the special nutritional properties attributed to it, and especially due to the absence of beta-lactoglobulin, a protein present in the milk of ruminants such as cows, which has been shown to be one of the main allergens in milk. Camel milk has traditionally been an important part of the diet of many African and the Middle East countries, which is reflected in the geographical distribution of its production: with 90% concentrated on the African continent and almost the rest in Asia. World camel milk production is close to 3 million tons. Although the production of camel milk worldwide represents only 0.5% of that of cow's milk, its demand is growing and this makes the price much higher than might be expected. Of course, the reason for this price difference is not simply due to a question of supply and demand, since the production costs of camel milk are much higher. While a cow can produce 30-40 L a day, a camel produces only 6-7, in addition to there being other production factors to take into account. A simple Internet search gives us an indication of the final consumer price for this type of milk: a litre of fresh milk can cost almost €10 and 200 g of powdered milk €30. These prices are more than 10 times higher than those of cow's milk. All this makes camel milk highly susceptible to adulteration for purely economic reasons, which are aggravated by the shortage of the product. Furthermore, as it is still a minority product, the production and marketing channels are not overly standardised and are therefore subject to less control and inspection. Thus, it is not surprising that some of the product marketed may be adulterated with a proportion of cow's milk. ZEULAB has a very simple test that can detect the presence of cow's milk in camel's milk in just 5-10 min - without the need for laboratory or qualified personnel. [button target="_self" hover_type="default" font_weight="400" text="Read this article in english" link="https://www.zeulab.iatic.es/en/knowledge-center/camel-milk-is-all-that-glitters-gold/"] Leer más Rápidos IC BB Leer más Leer más Adulteraciones Calokit Bovino Leer más Leer más Adulteraciones Calokit Ovino Leer más [button target="_self" hover_type="default" font_weight="400" text="Discover Zeulab´s complete line for adulterations control in the dairy sector" link="https://www.zeulab.iatic.es/en/adulteraciones/"]
Adulteraciones

Leche de Camella: ¿es oro todo lo que reluce?

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El consumo de leche de camella se ha puesto de moda en los últimos años en los países occidentales debido a las propiedades nutricionales especiales que se le otorgan y especialmente por la ausencia de beta-lactoglobulina, proteína que sí que se encuentra presente en la leche de rumiantes como la de vaca y que se ha demostrado que es uno de los principales alérgenos de la leche. La leche de camella ha sido tradicionalmente un recurso importante en la alimentación de muchos países de África y Oriente Medio y eso se refleja en la distribución geográfica de su producción con un 90% concentrado en el continente africano y casi el resto en Asia. La producción mundial de leche es cercana a los 3 millones de toneladas. Aunque la producción de leche de camella a nivel mundial solo representa un 0.5% de la producción de leche de vaca, su demanda es creciente y esto hace que el precio sea muy superior al que podría esperarse. Por supuesto, el motivo de dicha diferencia de precio no se debe simplemente a una cuestión de oferta y demanda, ya que los costes de producción de la leche de camella son mucho más elevados. Mientras una vaca puede producir 30-40 litros al día, una camella tan solo produce 6-7, además de otros factores productivos a tener en cuenta. Una simple búsqueda por internet ya nos da indicación del precio final al consumidor de este tipo de leche. Así, un litro de leche fresca puede llegar a costar casi 10€ y 200 g leche en polvo 30€. Precios superiores en más de 10 veces a los de la leche de vaca. Todo esto hace que la leche de camella sea un producto altamente susceptible de adulteración por un motivo meramente económico y agravado por la escasez del producto. Además, al tratarse de un producto todavía minoritario, los canales de producción y comercialización no están demasiado normalizados y por ello están sometidos a un escaso control e inspección. Por ello no es de extrañar que una parte del producto comercializado pueda estar adulterado con una proporción de leche de vaca. ZEULAB dispone de un test muy sencillo que permite detectar la presencia de leche de vaca en leche de camella en tan solo 5-10 min y sin necesidad de contar con un laboratorio ni con personal cualificado. [button target="_self" hover_type="default" font_weight="400" text="Read this article in english" link="https://www.zeulab.iatic.es/en/centro-de-conocimiento/camel-milk-is-all-that-glitters-gold/"] Leer más Rápidos IC BB Leer más Leer más Adulteraciones Calokit Bovino Leer más Leer más Adulteraciones Calokit Ovino Leer más [button target="_self" hover_type="default" font_weight="400" text="Descubre la línea completa de Zeulab para el control de adulteraciones en el sector lácteo" link="https://www.zeulab.iatic.es/adulteraciones/"]
Adulterations

The value of measuring IgG in milk, but are we doing it correctly?

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Measuring immunoglobulins in milk, and particularly IgG, is an indicator of great interest to assess the quality of the milk. IgG has traditionally been identified as a marker for the presence of colostrum in milk, due to the high concentration of this protein during the first milkings, when it can reach up to 100 times the concentration found in the middle of the lactation cycle. A slight increase in IgG concentration at the end of lactation has also been observed, most likely related to the protection mechanisms against mammary gland infections around the drying period. However, the presence of immunoglobulins in milk leads to various technological problems, so it is best if their concentration is as low as possible. An example of the problems derived from the presence of immunoglobulins in milk is the formation of crusts and sediments in the heat exchangers used for the heat treatment of milk. This involves increased costs for energy as well as for cleaning and maintenance. Another problem with high levels of immunoglobulins in milk occurs in the cheese industry, where they reduce the cheese yield. A high protein content does not mean that this will remain in the final product if it comes from whey proteins, of which IgGs are an excellent indicator. A high proportion of this protein group will be removed during draining, so we are interested in ensuring that the level of IgG in the milk we are going to use to make the cheese contains the lowest possible amount of immunoglobulins. Therefore, it seems clear that measuring the IgG level in milk is important, as it is an indicator of its quality, and can even be used as a quality payment parameter, as has been done in some countries for years. There are different methodologies to measure the level of IgG in milk, most of which are based on immunochemical methods, such as ELISA and RID; however, there can be large differences in the IgG content measured, depending on the method or commercially available kit used. One of the main reasons for the wide differences found is that most of the methods were designed for measuring IgG in blood and were applied later to measure IgG in milk. In fact, most of the published papers studying the transfer of immunoglobulins from blood to milk use the same method for measuring IgG in blood serum and milk. However, the immunoglobulins found in milk are not the same as those in blood. Due to the receptor system for transferring immunoglobulins from the bloodstream to milk, subclass 1 IgGs (IgG1) are preferentially selected in milk over subclass 2, which are more abundant in the blood. Thus, over 90% of immunoglobulins G in milk correspond to the IgG1 subclass, while in blood we find approximately 55% IgG1 and 45% IgG2. So how do these differences affect the quantification of IgG in milk? The short answer is: a lot, depending on how the specific reagents to make the kits were selected. A kit for measuring IgG has 2 basic components: the specific antibodies that detect the analyte or compound we want to measure (in this case, the IgG); and the standards used to form a calibration curve, against which the samples to be measured are compared. Purified IgG is used for the latter. A study carried out at British Columbia University (Vancouver) demonstrated the differences that can be found when measuring different IgG preparations in an ELISA assay. As can be seen in the following graph, the IgG from blood serum (O) and purified IgG2 have a similar signal; while the signal for IgG from CCW (cheddar cheese whey) was equivalent to purified IgG1 These differences in signal can have a highly significant impact on the values obtained when milk IgG is quantified against an IgG standard (blood or milk). The following table shows the results of an internal test for Calokit, when used to quantify the IgG levels in 4 milk samples, using a calibration curve based on purified IgG from milk and another based on purified IgG from blood serum. As can be seen, when using IgG from blood serum as the standard, the IgG concentrations obtained in milk are significantly lower (by approximately 40-45%), demonstrating an obvious underestimation of its content. The opposite can also occur: if we measure the IgG content in blood serum (e.g. to measure the level of colostrum intake) with a specific kit to quantify IgG in milk, we could obtain an overestimation. This shows it is very important to select the proper kit for each purpose. The problem is that most commercially available kits have been designed to quantify IgG in blood, and should not be used to measure IgG in milk. Alternatively, a kit could use IgG standards for quantification purified from milk, but this is much more expensive to obtain. However, the Calokit test has been specifically designed to measure IgG in milk, with the calibration standards used being obtained from this same source. In addition, after many years of experience in this sector, several thousand milk samples have been characterised from the 3 animal types most used in cheese production (cow, sheep and goat), and the reference IgG values have been obtained for each. These can then be used to establish improvement plans in livestock farms or as an objective quality payment parameter. Leer más Adulteraciones Calokit Bovino Leer más Leer más Adulteraciones Calokit Ovino Leer más Leer más ELISA Calokit Caprino Leer más [button target="_self" hover_type="default" font_weight="400" text="Discover Zeulab´s complete line for adulterations control in the dairy sector" link="https://www.zeulab.iatic.es/en/adulteraciones/"]
Adulteraciones

El valor de medir IgG en la leche ¿pero lo estamos haciendo correctamente?

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La medida de las inmunoglobulinas en leche y particularmente las IgG son un indicador de gran interés para valorar la calidad de la leche. Tradicionalmente la IgG se han identificado como un marcador de la presencia de calostro en la leche debido a la elevada concentración de esta proteína durante los primeros ordeños, que puede llegar a alcanzar hasta 100 veces la concentración encontrada en el ciclo medio de la lactación. También se ha observado un ligero incremento en la concentración de IgG al final de la lactación muy probablemente relacionado con los mecanismos de protección frente a las infecciones de la glándula mamaria alrededor del periodo de secado. Sin embargo, la presencia de inmunoglobulinas en la leche deriva en diferentes problemas tecnológicos por lo que es deseable que su concentración sea la menor posible. Un ejemplo de los problemas derivados de la presencia de inmunoglobulinas en la leche es la formación de costras y sedimentos en los intercambiadores de calor usados para el tratamiento térmico de la leche. Esto supone incrementos de costes energéticos y los derivados de los ciclos de limpieza y mantenimiento. Otro de los problemas de la presencia de niveles elevados de inmunoglobulinas en la leche es el que afecta a la industria quesera por la reducción del rendimiento quesero. Un contenido alto de proteína no significa que ésta vaya a quedarse en el producto final si éste procede de proteínas del lactosuero, de las que las IgG son un excelente indicador. Este grupo de proteínas se eliminarán en una elevada proporción durante el desuerado por lo que nos interesa que el nivel de IgG en la leche que vamos a usar para elaborar el queso contenga el menor nivel posible de inmunoglobulinas. Por lo tanto, parece claro que es interesante medir el nivel de IgG en leche como un indicador de su calidad e incluso como un parámetro de pago por calidad como se viene haciendo en algunos países desde hace años. Existen diferentes metodologías para medir el nivel de IgG en leche, la mayoría basada en métodos inmunoquímicos como ELISA o RID, pero nos podemos encontrar con grandes diferencias entre el contenido de IgG que medimos con diferentes métodos y con los kits disponibles comercialmente. Uno de los principales motivos que explican las grandes diferencias entre métodos es que la mayoría de ellos fueron diseñados para la medida de IgG en sangre y han sido aplicados más tarde para la medida de IgG en leche. De hecho, en la mayoría de trabajos publicados en los que se estudia la transferencia de inmunoglobulinas de la sangre a la leche utilizan el mismo método para medir IgG en suero sanguíneo y en leche. Sin embargo, las inmunoglobulinas que vamos a encontrar en la leche no son las mismas que hay en la sangre. Debido al sistema de receptores para transferir inmunoglobulinas del torrente sanguíneo a la leche, se seleccionan preferentemente en la leche las IgG de subclase 1 (IgG1) frente a la subclase 2, más abundantes en la sangre. De esta forma, más del 90% de las inmunoglobulinas G en la leche corresponden con la subclase IgG1 mientras que en la sangre encontramos aproximadamente un 55% de IgG1 y un 45% de IgG2 ¿Pero qué consecuencias tienen estas diferencias en la cuantificación de IgG en leche? Pues mucha, dependiendo de cómo se hayan seleccionado los reactivos específicos para elaborar los kits. En un kit para la medida de IgG tenemos 2 componentes básicos, los anticuerpos específicos que detectan el analito o molécula que queremos medir (en este caso las IgG) y los patrones que usamos para generar la curva de calibrado frente a la que compararemos las muestras a medir. Para este último se utilizan IgG purificadas. En un trabajo realizado en la universidad de British Columbia (Vancouver) demostraron las diferencias que se pueden encontrar cuando medimos diferentes preparaciones de IgG en un ensayo ELISA. Como se puede observar en la siguiente gráfica, las IgG de suero sanguíneo (O) y las IgG2 purificadas mostraron una señal similar mientras que las IgG de lactosuero (CCW: Cheddar cheese whey) mostraron una señal equivalente a las IgG1 purificadas. Estas diferencias de señal pueden tener un impacto muy significativo en los valores que obtenemos cuando se cuantifican las IgG de la leche frente a un patrón de IgG (de sangre o de leche). En la siguiente tabla mostramos los resultados de un ensayo interno en el que se ha usado el test Calokit para cuantificar el nivel de IgG en 4 muestras de leche utilizando una curva de calibrado basada en IgG purificadas de la leche frente a otra curva con IgG purificadas de suero sanguíneo. Como se puede observar, cuando usamos las IgG procedentes de suero sanguíneo como patrón para cuantificar IgG en leche se obtienen concentraciones de IgG significativamente inferiores (aproximadamente un 40-45%) demostrando una evidente infraestimación de su contenido. También podría suceder a la inversa, si midiésemos el contenido de IgG en un suero sanguíneo (por ejemplo, para medir nivel de encalostramiento) con un kit específico para cuantificar IgG en leche podríamos obtener una sobreestimación. Esto nos indica que es muy importante seleccionar el kit específico para cada fin. El problema es que la mayoría de los kits disponibles comercialmente se han diseñado para la cuantificación de IgG en sangre y no deberían usarse para medir IgG en leche o cuando menos deberían sustituirse los patrones por IgG purificadas de la leche, mucho más costosas de obtener. El test Calokit ha sido diseñado específicamente para medir IgG en la leche y para ello los patrones utilizados han sido obtenidos de esta misma fuente. Además, fruto de muchos años de experiencia en este sector se han caracterizado varios miles de muestras de leche de las 3 especies más utilizadas en la elaboración de queso (vaca, oveja y cabra) y se han obtenido los valores de referencia de IgG para cada una de dichas especies que pueden servir para establecer planes de mejora en las explotaciones ganaderas o
Allergens

Comparison of the different analytical methods for allergens in food

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Food allergies are caused by one or more proteins in food. Consequently, whenever possible, it is best to choose a direct, specific method that detects that allergenic protein; unequivocally identifying the specific presence of that target protein in the sample to be analysed, and differentiating it from other compounds. Using non-specific, indirect methods represents a very high risk in the self-control plan of a food company. Thus, measuring total protein or ATP provides only a general indicator of the cleanliness of the production line. There are 3 general method types to test for allergens in food, with each having different advantages and applications: Immunoassays (ELISA and rapid strip tests): These are simple tests easily applied in the industry because the necessary technical qualification is low and they do not require expensive equipment. Their great advantage is that they are direct and specific and based on detecting the allergenic protein by means of a specific antibody. These methods are most recommended for industry and analysis laboratories as long as there is a standardised kit. Molecular techniques (PCR): These are more complex tests, which require greater technical qualification and more expensive equipment. They are specific, but indirect; as they are based on identifying the gene that codes for the allergenic protein. They are suitable in cases where commercial immunochemical tests are not available or when the sample undergoes severe heat treatment. Chromatography techniques with mass spectroscopy (LC-MS): This requires highly expensive instrumentation and specialist personnel with experience. They are direct and specific, and are based on specifically detecting peptides of the allergenic protein by mass spectroscopy. They are suitable as confirmatory methods and for standardisation of reference methods. A very helpful scientific work was recently published comparing these 3 methodologies. The authors studied the correspondence between detection limits for the 3 methodologies and the reference doses of the VITAL 2.0 program. This program offers food manufacturers a reference level framework based on clinical risk analysis. The results of this article show that overall, immunochemical methods achieve the best detection levels and would therefore be the most suitable for self-monitoring at critical points. At ZEULAB we develop immunochemical tests adapted for the analysis of allergens in food and work surfaces that meet the sensitivity and specificity requirements of the VITAL program. The PROTEON Express tests are designed to perform a simple test with all the material included in the kit. Lab2Go lets you use these tests where and whenever necessary. Our extensive experience in allergen analysis means we can help the food industry and laboratories implement the most appropriate methodology. Contact us for any help you need Leer más Allergens Lab2GO Leer más Leer más Allergens Milk allergen test kit: Proteon Duo Milk Express Leer más Leer más Allergens Proteon Milk Leer más [button target="_self" hover_type="default" font_weight="400" text_align="center" text="Discover Zeulab's complete portfolio of allergen control" link="https://www.zeulab.iatic.es/en/alergenos/"]
Alérgenos

Comparativa de los diferentes métodos analíticos de alérgenos en alimentos

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Las alergias de origen alimentario están causadas por una o varias proteínas que contiene el alimento. En consecuencia, siempre que sea posible es recomendable elegir un método directo y específico que detecte esa proteína alergénica. Un método directo identifica la presencia concreta de esa proteína diana en la muestra a analizar. Un método específico diferencia inequívocamente esa proteína del resto de moléculas. Es importante advertir que el uso de métodos indirectos no específicos supone un riesgo muy elevado en el plan de autocontrol de una industria alimentaria. Así, la medida de proteína total o ATP son únicamente indicadores generalistas de la limpieza de la línea de producción. Existen 3 metodologías para el control de alérgenos en alimentos que ofrecen diferentes ventajas y aplicaciones: Los inmunoensayos (test ELISA y test rápidos de tira): Son test sencillos y de fácil aplicación en la industria porque la cualificación técnica necesaria es reducida y no necesitan un equipamiento costoso. Su gran ventaja es que son directos y específicos. Están basados en la detección de la proteína alergénica mediante un anticuerpo específico. Son los más recomendables para la industria y laboratorios de análisis siempre que exista un kit estandarizado. Las técnicas moleculares (PCR): Son test más complejos, que implican mayor cualificación y un equipamiento más costoso. Son ensayos específicos pero indirectos. Están basados en la identificación del gen que codifica la proteína alergénica. Son adecuados en los casos en los que no se dispone de test inmunoquímicos comerciales o cuando la muestra sufre tratamientos térmicos severos. Las técnicas de cromatografía asociada a masas (LC-MS): Es una metodología que implica un instrumental con un coste muy elevado, personal especializado y experiencia. Son específicas y directas. Están basadas en la detección específica de péptidos de la proteína alergénica mediante análisis de las masas. Son muy adecuadas como métodos de confirmación y para la normalización de métodos de referencia. Recientemente se ha publicado un trabajo científico de gran ayuda para comparar estas 3 metodologías. Los autores han estudiado la correspondencia entre los límites de detección de las 3 metodologías y las dosis de referencia del programa VITAL 2.0. Este programa ofrece a los fabricantes de alimentos un marco de niveles de referencia basado en el análisis de riesgos clínicos. De los resultados de este artículo se desprende que de forma global los métodos inmunoquímicos alcanzan los mejores niveles de detección y por tanto serían los más adecuados para su uso en el autocontrol de puntos críticos. En ZEULAB desarrollamos test inmunoquímicos adaptados para el análisis de alérgenos en alimentos y superficies de trabajo que cumplen con los requisitos de sensibilidad y especificidad del programa VITAL. Los test PROTEON Express están diseñados para realizar un ensayo sencillo con todo el material incluido en el kit. Lab2Go permite utilizar estos test donde y cuando sea necesario. Gracias a nuestra amplia experiencia en análisis de alérgenos podemos ayudar a la industria alimentaria y laboratorios a implementar la metodología más adecuada. Contacta con nosotros y te ayudaremos. Leer más ELISA Proteon Milk Leer más Leer más Rápidos Lab2GO Leer más Leer más Rápidos Test de alérgeno de leche: Proteon Duo Milk Express Leer más [button target="_self" hover_type="default" font_weight="400" text_align="center" text="Descubre la línea completa de Zeulab para el control de alérgenos" link="https://www.zeulab.iatic.es/alergenos/"]
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